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miR-125b靶向MCL1抑制胃癌MGC-803细胞增殖
胡泽刚1** , 伍石华2** , 刘重元1 , 谢黎明3 , 张和良1 , 肖玄4 , 张志伟1     
1. 南华大学医学院肿瘤研究所, 肿瘤细胞与分子病理学湖南省重点实验室, 肿瘤细胞与分子病理学湖南省高校重点实验室, 衡阳 421001;
2. 邵阳学院附属医院病理科, 邵阳 422000;
3. 南华大学附属第一医院, 衡阳 421001;
4. 南华大学医学院临床医学卓越医师班本科生, 衡阳 421001
摘要: 探讨miR-125b对胃癌MGC-803细胞增殖的影响及机制, 为阐明胃癌发病的分子机制提供实验依据.采用qRT-PCR和原位杂交, 检测miR-125b在正常胃黏膜(NGM)和胃癌(GAC)组织中的表达.将miR-125b导入胃癌MGC-803细胞, 观察miR-125b高表达对MGC-803细胞增殖的影响.利用Targetscan 6.2软件及荧光素酶报告基因检测, 分析miR-125b对MCL1基因的靶向性作用.构建MCL1干扰载体, 观察干扰MCL1基因表达对MGC-803细胞增殖的影响.结果发现, miR-125b在胃癌组织中低表达, 其表达与胃癌的分化程度及患者预后呈正相关, 与TNM分期、淋巴结转移呈负相关(P < 0.01).miR-125b高表达后MGC-803细胞的增殖降低、凋亡率增加、裂解caspase-3与裂解PARP表达增加(P < 0.01);miR-125b与MCL1基因的3′UTR (2 613~2 620)结合, 抑制MCL1的mRNA及蛋白质表达(P < 0.01);沉默MCL1基因表达后MGC-803细胞的增殖降低、凋亡率增加、裂解caspase-3与裂解PARP表达增加(P < 0.01).从而得出结论, miR-125b在胃癌组织中低表达, 其表达与胃癌组织分化程度、TNM分期、淋巴结转移及患者预后密切相关;miR-125b靶向抑制MCL1基因表达, 活化caspase-3信号通路, 抑制MGC-803细胞增殖.
关键词: 胃癌     miR-125b     MCL1基因     细胞增殖    
MiR-125b Targeting MCL1 Inhibits Proliferation of Gastric Cancer Cell Line MGC-803
HU Ze-Gang1** , WU Shi-Hua2** , LIU Zhong-Yuan1 , XIE Li-Ming3 , ZHANG He-Liang1 , XIAO Xuan4 , ZHANG Zhi-Wei1     
1. Cancer Research Institute of Medical College, University of Southern China; Key Laboratory of Cancer Cellular and Molecular Pathology in Hunan Province; University Key Laboratory of Cancer Cellular and Molecular Pathology in Hunan Province, Hengyang 421001, China;
2. Department of Pathology, Affiliated Hospital of Shaoyang University, Hunan Shaoyang 422000, China;
3. The First Affiliated Hospital of University of South China, Hengyang 421001, China;
4. Clinical Medicine Excellent Undergraduate of Medical College, University of Southern China, Hengyang 421001, China
*This work was supported by grants from The Hunan Provincial Groundbreaking Platform Open Fund of University of China (12K094, 13K083), the Hunan science and Technology Department Foundation of China (2015SK20203), the Hunan Provincial Education Department Foundation of China (11C1112), the Hunan Provincial Postgraduate Groundbreaking Scientific Research Foundation of China (CX2016B478) and Doctoral Research Fund of University of South China(2016XQD21) and the Hunan Provincial Key Subject Fund of Basic Medical Sciences, University of South China
**These authors contributed equally to this work
*** Corresponding author: ZHANG Zhi-Wei, Tel: 86-734-8281075, E-mail: nhdxzzw@qq.com
Received: April 13, 2017 Accepted: March 26, 2018
Abstract: This research aimed to investigate the effects and mechanism of miR-125b on the proliferation of gastric cancer cell line MGC-803, and to provide the experimental basis for elucidating the molecular mechanism of gastric cancer. The expression of miR-125b was detected by qRT-PCR and in situ hybridization in NGM and GAC tissues. The miR-125b was transfected in gastric cancer MGC-803 cells. The effects of over-expression of miR-125b to the proliferation of gastric cancer MGC-803 cells were observed. The targeting effect of miR-125b on MCL1 gene was analyzed by Targetscan 6.2 software and luciferase reporter gene assay. The interference vector of MCL1 was constructed. The effects of interference expression of MCL1 to the proliferation of gastric cancer MGC-803 cells were observed. We found the expression of miR-125b was low in gastric cancer tissues. The low-expression of miR-125b was positively correlated with the degree of differentiation and prognosis of patients, and negative correlation with TNM staging and lymph node metastasis of gastric cancer (P < 0.01). The proliferation of MGC-803 cells decreased, and the cell apoptosis rate, cleaved caspase-3 and cleaved PARP cells increased when the miR-125b was over-expression (P < 0.01). MiR-125b binded MCL1-3' UTR (2 613-2 620 nucleotide) and inhibited the expression of MCL1 mRNA and protein in MGC-803 cells after its over-expression (P < 0.01). The proliferation of MGC-803 cells decreased, and the cell apoptosis rate, cleaved caspase-3 and cleaved PARP cells increased when the expression of MCL1 was silenced (P < 0.01). In conclusion, the expression of miR-125b was low, and closely related with the differentiation degree of gastric carcinoma, TNM staging, lymph node metastasis and prognosis of patients in gastric cancer tissues. MiR-125b activated caspase-3 signaling pathway to inhibit the proliferation of MGC-803 cells through targeting the expression of MCL1 gene.
Key words: gastric cancer     miR-125b     MCL1 gene     cell proliferation    

胃癌是中国最常见的恶性肿瘤之一, 其发病率与死亡率均居所有消化道恶性肿瘤之首[1-2].大量的研究表明, 胃癌的发生发展与基因的异常表达有关, 涉及癌基因激活与抑癌基因失活[3-4].目前, 胃癌发病的分子机制尚不清楚.许多研究证实, 微RNA(microRNA, miRNA)表达与胃癌的发生发展密切相关[5-6].miRNA通过调控基因的表达, 参与肿瘤细胞增殖、侵袭与转移等过程[7-8].本研究选取miR-125b进行深入研究, 观察其表达对胃癌MGC-803细胞增殖的影响及相关分子机制, 为进一步阐明胃癌发病的分子机制提供理论依据.

1 材料与方法 1.1 材料

1.1.1 细胞系

胃腺癌MGC-803细胞购自美国ATCC, 用含10%胎牛血清、1%青霉素、链霉素的RPMI-1640培养液, 置于37℃含5% CO2培养箱中常规培养.

1.1.2 组织标本

收集126例南华大学附属第一医院胃腺癌手术切除标本(2012年1月至2014年12月), 配对取原发胃癌组织及癌旁10 cm以上黏膜组织(正常胃黏膜).其中患者年龄≥60岁者53例, < 60岁者73例;男性70例, 女性56例;高、中分化腺癌32例, 低分化或未分化腺癌94例;肿块≥3cm者71例, < 3 cm者55例;TNM分期Ⅰ-Ⅱ期者51例, Ⅲ-Ⅳ期者75例;无淋巴结转移者38例, 有淋巴结转移者88例.后续实验中随机选择36例胃癌患者进行miRNA表达检测.

1.1.3 主要试剂与仪器

miR-125b模拟物(miR-125b mimics)、miRNA- qPCR定量试剂盒购自GeneCopoeia公司, AMV逆转录试剂盒、Dual-Luciferase Reporter Assay System、β半乳糖苷酶活性检测试剂盒购自Promega公司, miR-125原位杂交探针购自Exiqon公司, Trizol、lipofectamine2000购自Invitrogen公司, 一抗与二抗购自Santa Cruz公司, Real-Time PCR仪为Bio-Rad公司产品.

1.1.4 引物序列

采用在线软件miRBase(http://www.mirbase.org/)分析miR-125 mimics序列.在线软件TargetScan 6.2(http://www.targetscan.org/), 分析miR-125b预测MCL1基因3′UTR序列结合位点, 根据pMIR-REPORTTM miRNA表达报告载体的酶切位点, 设计引物序列, 另外在结合位点处设计突变位点, 采用Premier 5在线软件设计引物序列.MCL1基因引物序列:Forward primer, 5′ TAAGG-ACAAAACGGGACTGG 3′, Reverse primer, 5′ CCTCTTGCCACTTGCTTTTC 3′;β-Actin基因引物序列:Forward primer, 5′ GGGCACGAAGG-CTCATCATT 3′, Reverse primer, 5′ AGCGAG-CATCCCCCAAAGTT 3′.由南京金斯瑞公司合成.

1.2 方法

1.2.1 生物信息学分析

选用在线生物信息学软件Targetscan 6.2(http://www.targetscan.org/)进行miRNA靶点预测, 分析micRNA与靶基因3′UTR序列片段结合位点.

1.2.2 qRT-PCR检测

收集细胞与组织, 分别加入Trizol溶解, 根据Trizol试剂操作程序, 抽提总RNA, 检测RNA的浓度、纯度和质量, 按照AMV逆转录试剂盒操作步骤, 进行逆转录.PCR扩增设20 μl体系: 2×SYBR Mix 10 μl、miR-125b或U6逆转录产物2.0 μl、Taq DNA聚合酶(5 U/μl) 0.2 μl、miR- 125b或U6特异性引物(5 μmol/L) 0.4 μl、无酶水7.4 μl.反应条件为:95.0℃, 3 min变性;95.0℃, 12 s;62.0℃, 35 s, 40个循环;熔解曲线检测从62.0℃开始至95.0℃停止, 计算不同组的CT值, 用ΔCT评价miRNA的表达.实验重复检测3次.

1.2.3 原位杂交

将收集的组织制作石蜡切片, 常规脱蜡, 滴加3% H2O2灭活内源性辣根过氧化物酶.洗片后, 滴加3%胃蛋白酶暴露mRNA片段.洗片后, 滴加预杂交液, 擦干切片滴加杂交液(miRNA探针:杂交液= 1:250), 杂交过夜, SSC洗涤, 滴加生物素化鼠抗地高辛于组织, PBST洗涤, DAB显色, 苏木素染色, 脱水、透明、干燥后封片, 显微镜观察.依据组织染色程度(阴性、1~4分)及阳性细胞数(0~25%:1分;26%~50%:2分;51%~75%:3分;76%~100%:4分)计分, 将两者计分相乘, ≥8分者为高表达, < 8分者为低表达.

1.2.4 miRNA或siRNA转染

将细胞接种于6孔板中, 根据lipofectamine2000操作说明书, 配制相应浓度miRNA或siRNA;将lipofectamine2000分别与miRNA或siRNA混匀, 放置30 min, PBS与无血清培养基洗涤待转细胞;将miRNA或siRNA与lipofectamine2000混合液滴加到待转染细胞中;37℃、5% CO2培养箱中放置4~6 h, 加入含10%胎牛血清培养基;扩大培养, 进行后续检测.

1.2.5 蛋白质印迹检测

收集细胞与组织, 分别提取总蛋白质, 测定蛋白质浓度, 以每孔50 μg蛋白质, 经SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳分离, 将分离蛋白质转移到PVDF膜, 脱脂牛奶封闭, 一抗(1:1 000) 4℃孵育过夜, 洗膜后二抗(1:2 000)常温孵育1 h, 洗膜、曝光、显影、定影, 成像系统拍照.扫描胶片蛋白质条带, 采用Image Quant软件进行蛋白质条带灰度值分析, 计算蛋白质表达灰度值(V值), 蛋白质灰度值(Vx)与内对照灰度值(Vβ-actin)比值为蛋白质相对表达强度(Rx=Vx/Vβ-actin), 即蛋白质的相对表达量.实验重复检测3次.

1.2.6 MTT检测

将miR-125b mimics或无关序列转染细胞后, 用含10%胎牛血清培养基培养细胞.按照5 000个/孔细胞接种至96孔板, 继续培养48 h;每孔加入20 μl MTT(5 g/L)溶液, 培养4 h, 吸去溶液, 每孔加入150 μl DMSO溶解, 将培养板置于酶标仪(490 nm波长)中测定每孔的吸光度值, 分析细胞的增殖情况.实验重复检测3次.

1.2.7 流式细胞仪(FCM)检测

对数生长期细胞, 无血清RPMI 1640培养细胞24 h, 收集2×106个细胞, 用PBS洗涤细胞, 加入4℃ 70%乙醇固定细胞2 h.吸取1 ml细胞悬液, PBS洗涤细胞, 加入20 mg/L RNA酶, Tris-HCl缓冲液, 37℃孵育30 min, 加入50 mg/L碘化丙锭染色, 通过流式细胞仪(FCM)检测细胞凋亡情况.实验重复检测3次.

1.2.8 pMIR-REPORTTM/MCL1荧光素酶报告载体构建

通过在线软件TargetScan 6.0分析miRNA- 125b与MCL1基因结合位点.结合位点前、后延长约60 bp, 片段两端加入酶切位点, 同时设计miRNA-125b结合位点突变序列, 合成相应序列片段.将寡核酸片段稀释, 退火(条件:94℃ 5 min, 50℃ 10 min)使反义链与正义链片段相结合, 获得双链寡核酸片段;酶切双链寡核酸片段与pMIR-REPORTTM Luciferase质粒, 1%琼脂糖凝胶电泳, 回收、纯化、连接, 获得pMIR-REPORTTM/ MCL1荧光素酶报告载体.

1.2.9 荧光报告素酶活性分析

取对数生长期细胞, 接种细胞于12孔板中, 采用脂质体进行共转染miRNA、pMIR-report载体及对照0.5 μg β半乳糖苷酶表达质粒, 转染48 h后, 参考荧光素酶活性检测试剂盒说明书操作, 通过单光子检测仪测定荧光素酶活.根据β半乳糖苷酶活性检测试剂盒说明书操作, 检测各孔β半乳糖苷酶活性, 计算相对荧光素酶活性=荧光素酶活性值/β半乳糖苷酶活性, 为检测孔中的荧光素酶活性.实验重复检测3次.

1.2.10 统计学处理

采用SPSS18.0软件进行数据分析, 数据用均数±标准差(mean±SD)表示, 两组均数比较采用t检验, 多样本均数比较采用单因素方差分析, 组间两两比较采用q检验, 3组及以上比较采用单因素方差分析(one way ANOVA), 不同组织间蛋白质表达比较采用成组T-test法, 组间相关性采用Spearman等级相关进行比较, 组织间蛋白质表达与临床资料的关系采用方差分析和χ2检验分析, 以P < 0.05表示差异有统计学意义.

2 结果 2.1 miR-125b在胃癌组织中的表达及意义

采用qRT-PCR检测了36例胃癌及配对正常胃黏膜组织中miR-125b的表达.结果显示, miR-125b在胃癌组织中表达低于正常胃黏膜组织(图 1a, P < 0.05).另外, 采用原位杂交检测了126例(含qRT-PCR检测36例胃癌)胃癌及正常胃黏膜组织中miR-125b的表达.结果显示:miR-125b在胃癌组织中表达低于正常胃黏膜组织(图 1b), 其在胃癌组织中与癌组织分化程度呈正相关(表 1, P < 0.05);miR-125b在Ⅰ-Ⅱ期患者阳性表达率高于Ⅲ-Ⅳ期患者, 与TNM分期呈负相关(表 1, P < 0.05);miR-125b在淋巴结转移患者中的阳性表达较无淋巴结转移者低, 与淋巴结转移呈负相关(表 1, P < 0.05).结果提示, miR-125b与胃癌的分化程度、TNM分期及淋巴结转移密切相关.

Fig. 1 Expression of miR-125b in gastric cancer (a) Expression of miR-125b detected by qRT-PCR in gastric cancer tissue, versus normal gastric mucosa, *P < 0.05. (b) Expression of miR-125b detected by in situ hybridization in gastric cancer tissue(×20). (c) A: Normal gastric mucosa. B: High differentiated adenocarcinoma. C: Middle differentiated adenocarcinoma. D: Low differentiated adenocarcinoma.
Table 1 Expression of miR-125b in gastric cancer
2.2 miR-125b表达与患者预后的关系

根据原位杂交检测结果, 将126例胃癌患者分为miR-125b高、低表达两组, 比较miR-125b表达与患者预后的关系.结果显示, miR-125b高表达组患者平均生存时间(28.0±11.6)个月, 而miR-125b低表达组患者平均生存时间(22.1±11.9)个月.Kaplan-meier生存曲线分析结果显示, miR-125b低表达组患者生存率(overall survival, OS)低于miR-125b高表达组(图 2a, P=0.002).miR-125b高表达组患者平均无病生存时间(23.2±14.1)个月, miR-125b低表达组患者平均无病生存时间(12.8±16.8)个月.Kaplan-meier生存曲线分析结果显示, miR-125b高表达组患者无病生存率(disease free survival, DFS)高于miR-125b低表达组(图 2b, P=0.008).结果提示, miR-125b表达与胃癌患者预后呈正相关.

Fig. 2 The relationship between the expression of miR-125b in gastric cancer and the prognosis of patients (a) The relationship between the expression of miR-125b in gastric cancer and the total survival rate of patients. P < 0.001. (b) The relationship between the expression of miR-125b in gastric cancer and the disease free survival rate of patients. P < 0.001.
2.3 miR-125b表达对MGC-803细胞增殖的影响

为了解miR-125b表达对MGC-803细胞的影响, 将miR-125b mimics和无关序列(对照)转染MGC-803细胞, 采用qRT-PCR检测了miR-125b在MGC-803细胞中的表达, 结果显示miR-125b mimics转染后MGC-803细胞中miR-125b表达增加(图 3a).将转染miR-125b mimics的MGC-803细胞, 接种于24孔板中, 24 h、48 h、72 h和96 h后细胞计数, 绘制细胞生长曲线, 结果显示, miR-125b高表达后MGC-803细胞增殖抑制(图 3b, P < 0.01).

Fig. 3 The effects of miR-125b expression on the proliferation of MGC-803 cells (a) The expression of miR-125b detected by qRT-PCR in MGC-803 cells, versus miR-control, **P < 0.01. (b) The effect of miR-125b expression on the proliferation of MGC-803 cells observed by growth curve, versus miR-control, **P < 0.01.
2.4 miR-125b表达对MGC-803细胞凋亡的影响

采用流式细胞仪检测miR-125b高表达对MGC-803细胞凋亡的影响.结果显示, miR-125b高表达后MGC-803细胞凋亡率增加(图 4a, P < 0.01), 提示miR-125b高表达可促进MGC-803细胞的凋亡.另外, 采用蛋白质印迹检测miR-125b高表达对caspase-3信号通路的影响.结果显示, miR-125b高表达后, 细胞中裂解caspase-3与裂解PARP表达增加(图 4b), 说明miR-125b高表达可能增加裂解caspase-3与裂解PARP, 活化caspase-3信号通路而抑制MGC-803细胞增殖.

Fig. 4 The effects of miR-125b expression on the apoptosis of MGC-803 cells (a) The effects of miR-125b expression on the apoptosis of MGC-803 cells detected by flow cytometry, versus miR-control, P < 0.01. (b) The effects of miR-125b expression on the cleaved caspase-3 and cleaved PARP proteins detected by Western-blot.
2.5 miR-125b对MCL1基因表达的靶向抑制作用

通过在线Targetscan6.2软件预测了miR-125b靶基因, 发现miR-125b能与MCL1 3′UTR的2 613~2 620位核苷酸结合(图 5a).采用荧光素报告酶活性分析检测miR-125b表达对MCL1启动子活性的影响.结果表明, MCL1 3′UTR序列、MCL1 3′UTR突变序列与miR-125b mimics分别共转染MGC-803细胞, 野生型荧光素酶活性显著下降(图 5b, P < 0.05)而突变型荧光素酶活性无明显影响, 说明miR-125b可与MCL1 3′UTR结合.将miR-125b mimics转染MGC-803细胞, 采用qRT-PCR和蛋白质印迹检测MCL1的表达.结果显示, miR-125b高表达后, MGC-803细胞中MCL1 mRNA及蛋白质表达均降低(图 5c, P < 0.05), 说明miR-125b可抑制MCL1表达.

Fig. 5 The expression of MCL1 gene targeting inhibited by miR-125b (a) The target binding of miR-125b and 3'UTR of MCL1 gene analyzed by Targetscan6.2. (b) The binding of miR-125b and 3'UTR of MCL1 gene analyzed by fluorescein reporter enzyme activity, versus miR-control, *P < 0.05. (c) The expression of MCL1 gene affected by miR-125b. A: The expression of MCL1 mRNA detected qRT-PCR, versus miR-control, *P < 0.05. B: The expression of MCL1 protein detected by Western-blot.
2.6 MCL1低表达对MGC-803细胞增殖的影响

si-MCL1与si-control(对照)分别转染MGC-803细胞后, 接种于24孔板中, 24 h、48 h、72 h和96 h后细胞计数, 绘制细胞生长曲线, 结果显示, 与si-control组比较, MCL1表达降低后MGC-803细胞的增殖抑制(图 6, P < 0.01).

Fig. 6 The effects of low expression of MCL1 gene on the proliferation of MGC-803 cells observed by growth curve, versus si-control **P < 0.01.
2.7 MCL1低表达对MGC-803细胞凋亡的影响

采用流式细胞仪检测MCL1低表达对MGC-803细胞凋亡的影响.结果显示, MCL1低表达后MGC-803细胞的凋亡率增加(图 7a, P < 0.01).另外, 采用蛋白质印迹检测MCL1低表达对caspase-3信号通路的影响.结果显示, MCL1表达降低后, 裂解caspase-3与裂解PARP增加(图 7b), 说明MCL1表达降低后裂解caspase-3与裂解PARP表达增加, 活化caspase-3信号通路抑制MGC-803细胞增殖.

Fig. 7 The effects of low expression of MCL1 gene on the apoptosis of MGC-803 cells (a) The effects of low expression of MCL1 gene on the apoptosis of MGC-803 cells detected by flow cytometry, versus si-control, P < 0.01. (b) The effects of low expression of MCL1 gene on the cleaved caspase-3 and cleaved PARP proteins detected by Western-blot.
3 讨论

胃癌是严重威胁中国人健康与生命的一种常见恶性肿瘤.胃癌的发生与癌基因、抑癌基因、DNA修复基因、细胞周期与凋亡调控基因及表观遗传学的变化等有关[1-4].癌基因激活对胃癌进展具有促进作用, 如癌基因PRL-3、K-ras、c-erbB2与c-met等[3, 9-10].抑癌基因失活同样在胃癌发病过程中发挥重要作用, 如抑癌基因p53、RUNX3[4, 11-12].

MicroRNAs(miRNAs)与特异性mRNA分子形成RNA诱导沉默复合物, 导致mRNA降解或阻碍mRNA翻译, 沉默靶基因表达[5-8].大量研究显示, miRNAs既可促进癌细胞的生长与增殖, 也可以抑制癌细胞的进展[5-8].miRNAs作为基因表达的调节者, 在细胞内参与肿瘤相关基因表达的调节, 影响与肿瘤发生发展[13].胃癌组织中miR-106a高表达, 且与胃癌大小、TNM分期及淋巴结转移密切相关[14].miR-133a通过抑制TAGLN2基因表达而发挥其抑瘤作用[15].miR-374a抑制SRCIN1基因表达, 诱导胃癌细胞增殖、侵袭与转移[16].本研究发现胃癌组织中miR-125b低表达.胃癌MGC-803细胞中miR-125b高表达后, 抑制细胞增殖.

为了解miR-125b调控细胞增殖的作用机制, 本研究利用Targetscan6.2分析了miR-125b对MCL1基因的靶向抑制, 发现miR-125b可与MCL1的3′UTR结合.MCL1基因属BCL-2基因家族成员之一, 参与细胞分化、细胞周期与凋亡的调控等[17].MCL1在多种恶性肿瘤中均高表达, 降低细胞中MCL1表达后促进癌细胞的凋亡, 抑制癌细胞增殖, 引起细胞周期阻滞[18].本研究显示, miR-125b高表达后MGC-803细胞增殖能力降低, 凋亡率增加, 裂解caspase-3与裂解PARP增加, MCL1的mRNA及蛋白质表达均降低, 另外, 干扰MCL1表达后, 同样细胞增殖能力降低, 凋亡率增加, 裂解caspase-3与裂解PARP增加.本研究证实miR-125b在胃癌组织中低表达, 与胃癌组织分化程度、TNM分期、淋巴结转移及患者预后相关.miR-125b通过抑制MCL1基因表达, 活化caspase-3信号通路, 抑制MGC-803细胞增殖.

总之, 本研究分析了miR-125b在胃癌组织中表达及与患者预后的关系, 观察了miR-125b高表达对细胞增殖及凋亡的影响, miR-125b通过抑制MCL1基因表达, 活化caspase-3信号通路, 抑制MGC-803细胞增殖.本研究为揭示miR-125b在胃癌的抑瘤功能与作用机制, 以及阐明胃癌的发病机制提供了一定的理论依据, 但是具体的机制有待进一步研究.

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中国科学院生物物理研究所和中国生物物理学会共同主办
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文章信息

胡泽刚, 伍石华, 刘重元, 谢黎明, 张和良, 肖玄, 张志伟
HU Ze-Gang, WU Shi-Hua, LIU Zhong-Yuan, XIE Li-Ming, ZHANG He-Liang, XIAO Xuan, ZHANG Zhi-Wei
miR-125b靶向MCL1抑制胃癌MGC-803细胞增殖
MiR-125b Targeting MCL1 Inhibits Proliferation of Gastric Cancer Cell Line MGC-803
生物化学与生物物理进展, 2018, 45(5): 544-552
Progress in Biochemistry and Biophysics, 2018, 45(5): 544-552
http://dx.doi.org/10.16476/j.pibb.2017.0145

文章历史

收稿日期: 2017-04-13
接受日期: 2018-03-26

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